ThS. Võ Như Thanh Trúc
Chuyên viên phôi học – IVFAS

Kì 3: Những thay đổi hoạt động thượng di truyền trong quá trình phát triển giao tử và mối liên quan giữa hoạt động điều trị TTTON và thượng di truyền
1.Những thay đổi của hoạt động thượng di truyền trong quá trình phát sinh giao tử
Trong suốt quá trình trưởng thành, các vật chất di truyền ở noãn trải qua một số quá trình biến đổi do ảnh hưởng của hoạt động thượng di truyền, từ đó thay đổi sự biểu hiện một số gene cần thiết để chuẩn bị cho tiềm năng phát triển của noãn và phôi ở các giai đoạn phát triển tiếp sau.

Một số nghiên cứu so sánh và ghi nhận mức độ methyl hóa DNA ở các tế bào mầm nguyên thủy rất thấp nhưng sau khi tế bào mầm này di chuyển vào gờ sinh dục và phát triển thành noãn thì sự methyl hóa DNA tăng dần ở các nhóm gene in dấu di truyền (imprinted gene) ^{[30, 41]}. Trong một nghiên cứu khác, kết quả giải trình tự bằng phương pháp bisulfide chứng tỏ trong quá trình phát triển của noãn, hoạt động methyl hóa DNA thay đổi khác nhau theo từng giai đoạn; trong đó, gene Snrpn được methyl hóa đầu tiên, sau đó lần lượt đến các gene Igf2r, Peg3 trong khi gene Peg1 được methyl hóa với tốc độ rất nhanh trong những giai đoạn cuối cùng trong pha tăng trưởng của noãn. Nghiên cứu cũng cho thấy sự methyl hóa vùng gene Snrpn tương quan với đường kính noãn, cụ thể hơn, gene Snrpn không được methyl hóa ở noãn có đường kính 20 - 50µm nhưng lại được methyl hóa khi noãn đạt kích thước 60 - 80µm ^[27].

Bên cạnh sự thay đổi trạng thái methyl hóa DNA, nhiều nghiên cứu cho thấy trong quá trình phát triển và trưởng thành noãn, các biến đổi thượng di truyền trên protein histone cũng có nhiều thay đổi. Mặc dù nhiều nghiên cứu trên mô hình động vật như chuột ^{[32, 39, 44]}, lợn ^[35], bò ^[37]và cừu ^[20]chỉ ra sự khác biệt rõ rệt về trạng thái methyl hóa histone giữa noãn chưa trưởng thành (GV, MI) và noãn trưởng thành (MII) nhưng nghiên cứu của Qiao và cộng sự (2010) cho thấy trạng thái methyl hóa histone H3K9me và H4R3me2 luôn được duy trì ổn định từ noãn GV đến MII nhưng lại có sự khác biệt rõ rệt ở noãn bất thường thụ tinh 3PN. Nghiên cứu này cũng chỉ ra rằng mức độ dimethyl hóa ở H3K9 giảm rõ rệt ở các noãn thụ tinh bình thường sau ICSI nhưng cho chất lượng phôi xấu, phôi phân mảnh cao so với các noãn thụ tinh bình thường khi thực hiện IVF cổ điển ^[36].

Cho đến nay, chưa thấy các báo cáo về sự thay đổi tình trạng acetyl hóa cũng như phosphoryl hóa trên người. Một số nghiên cứu trên chuột trên một số vị trí quan trọng trên protein histone như K5, K8, K12, K16 của chuỗi H4 và K9, K14 của chuỗi H3 luôn được acetyl hóa ở noãn GV sẽ trải qua phản ứng khử gốc acetyl khi noãn bước vào giai đoạn GVBD (Germinal Vesicle BreakDown) và trạng thái này sẽ duy trì cho đến khi noãn trưởng thành hoàn toàn ở giai đoạn MII, ngoại trừ lysine ở vị trí H4K8 ^{[1, 8, 21, 25, 39]}. Khác với acetyl hóa, sự phosphoryl hóa histone ở noãn chuột chỉ thay đổi sự phân bố theo không gian và thời gian trong quá trình trưởng thành noãn, một nghiên cứu cho thấy sự phosphoryl hóa ở vị trí H3Ser10ph ở giai đoạn GV gần như đồng vị với sợi nhiễm sắc trong khi ở giai đoạn GVBD và MI, tín hiệu phosphoryl hóa này (tín hiệu nhuộm huỳnh quang) được tìm thấy ở vùng lân cận tâm động NST. Khi noãn hoàn tất sự trưởng thành nhân (MII), tín hiệu này được tìm thấy đồng nhất dọc theo các NST. Điều này đưa ra giả thuyết rằng H3Ser10ph có thể có vai trò nhất định trong những giai đoạn khác nhau trong quá trình trưởng thành noãn, dẫn đến sự khác nhau trong các phân bố ^[45].

2.Những bất thường liên quan đến thượng di truyền trên trẻ sinh ra từ TTTON
Dị tật bẩm sinh do rối loạn hoạt động của các gene in dấu di truyền chiếm tỉ lệ rất thấp trong quần thể người, trong đó, một số hội chứng như Beckwith – Wiedemann (BWS) và Angelman (AS) có tỉ lệ phát bệnh ngày càng tăng. Cho đến nay, 5 gene in dấu di truyền trên NST 11 (vị trí 11q15) được báo cáo là các gene tác nhân gây ra hội chứng BWS, gồm IGF2, H19, CDKN1C, KCNQ1, KCNQ1OT1. Ở cơ thể bình thường, gene IGF2 và KCNQ1OT1 được biểu hiện trên NST có nguồn gốc từ bố trong khi các gene H19, CDKN1C và KCNQ1 biểu hiện trên NST có nguồn gốc từ mẹ ^[12]. Một số rối loạn như giảm methyl hóa vùng promoter KvDMR1 dẫn đến biểu hiện gene KCNQ1OT1 ở hai allele và làm im lặng các gene KCNQ1 và CDKN1C; hoặc tăng methyl hóa promoter gene H19 làm im lặng gene H19 nhưng lại gây biểu hiện gene IGF2 ở cả hai allele sẽ gây ra hội chứng BWS, chiếm khoảng 2 – 7% các cá thể mang hội chứng BWS. Hội chứng Angelman liên quan đến các bất thường trong hoạt động in dấu di truyền ở NST 15 (vị trí 15q11 – q13) làm rối loạn mất sự biểu hiện gene UBE3A trên NST có nguồn gốc từ mẹ, chiếm 3 – 5% bệnh nhi mắc hội chứng này ^[19].

Năm 2003, 3 nghiên cứu ở 3 quốc gia đều cho rằng các kỹ thuật HTSS làm tăng nguy cơ mắc hội chứng BWS ở trẻ sơ sinh ^{[9, 17, 28]}. Nhiều nghiên cứu sau đó cũng được thực hiện nhằm tìm ra mối liên quan giữa hội chứng này và các kỹ thuật HTSS, các nghiên cứu này đề xuất rằng hoặc là do các kỹ thuật HTSS hoặc là do tình trạng vô sinh của bố mẹ ảnh hưởng đến hoạt động in dấu di truyền ở trẻ sơ sinh mắc hội chứng BWS ^{[5, 11, 18]}. Bên cạnh đó, một số nghiên cứu khác còn cho rằng việc lựa chọn phương pháp IVF hoặc ICSI ^[42]hoặc phác đồ kích thích buồng trứng (KTBT) ^[6]gây ảnh hưởng đến các rối loạn in dấu di truyền này. Thế nhưng hai nghiên cứu ở Thụy Điển ^[22]và Đan Mạch ^[26]không thấy có sự khác biệt trong tỉ lệ mắc hội chứng BWS ở nhóm trẻ sinh tự nhiên và nhóm trẻ sinh ra từ HTSS.

Một số nghiên cứu khác cho thấy các trẻ sơ sinh sinh ra từ HTSS mắc hội chứng AS có liên quan đến sự khử methyl hóa ở vùng gene in dấu di truyền SNRPN ^{[7, 33, 34, 42]}. Hơn nữa, kết quả một nghiên cứu khác dường như chỉ ra rằng ở các cặp vợ chồng xác định được nguyên nhân vô sinh, trẻ sinh ra có nguy cơ mắc hội chứng AS cao hơn, và đặt ra câu hỏi phải chăng tình trạng vô sinh ở bố mẹ kết hợp với các kỹ thuật HTSS sinh sản đã làm tăng nguy cơ mắc hội chứng AS ở trẻ sơ sinh? ^[11]. Tuy nhiên, một nghiên cứu thực hiện trên 92 trẻ sinh ra từ phương pháp ICSI không tìm thấy bất kì chứng cứ nào liên quan đến các bất thường trong hoạt động methyl hóa ở vùng gene SNRPN ^[29]. Cho đến nay, chỉ có 4 trẻ sơ sinh từ HTSS được báo cáo mắc hội chứng AS có xác nhận bất thường hoạt động thượng di truyền, nhưng với tỉ lệ mắc hội chứng này khá thấp trên toàn quần thể (khoảng 1/10.000 đến 1/20.000) và tỉ lệ mắc hội chứng do nguyên nhân giảm methyl hóa DNA xấp xỉ 6% ^[46]tổng số ca, còn quá sớm để có thể kết luận rằng các kỹ thuật HTSS có thật sự ảnh hưởng đến nguy cơ mắc hội chứng này hay không.

Cho đến nay, đa số các nghiên cứu về các bất thường thượng di truyền ở trẻ sinh ra từ TTON đều báo cáo về sự mất kiểm soát trong hoạt động methyl hóa DNA từ mẹ trong suốt quá trình tăng trưởng của noãn ^[31]. Tính thiết yếu cũng như động học của quá trình methyl hóa DNA đã được chứng minh đóng vai trò quan trọng trong quá trình tạo giao tử cũng như trong các giai đoạn phát triển ở phôi tiền làm tổ ^[38]. Một số nghiên cứu trên tinh trùng thu nhận từ những bệnh nhân vô sinh nam cho thấy các tinh trùng này mang các bất ổn trong hoạt động in dấu di truyền, điều này càng ủng hộ thêm quan điểm rằng một số nguyên nhân vô sinh ở bố mẹ có thể ảnh hưởng đến hoạt động in dấu di truyền của phôi sau này ^[13].

3.Liệu rằng các hoạt động trong điều trị TTTON có liên quan đến việc điều hoà hoạt động thượng di truyền hay không?
Như đã nói ở trên, nhiều nghiên cứu cho rằng một số hoạt động HTSS như phác đồ KTBT, nuôi cấy noãn trưởng thành in vitro (IVM - In Vitro Maturation) hoặc quá trình trữ/rã phôi có thể tác động đến hoạt động in dấu di truyền trên phôi. Nghiên cứu của Sato và cộng sự (2007) chứng tỏ rằng một nhóm noãn người thu nhận từ bệnh nhân được KTBT có mức độ methyl hóa ở vùng gene PEG1/MEST thấp hơn bình thường ^[40]. Một nghiên cứu khác trên đảo CpG KvDMR1 trên gene KCNQ1OT1 ở noãn chưa trưởng thành (GV và MI) thu nhận được từ những bệnh nhân KTBT bằng gonadotropin có mức độ methyl hóa cao hơn so với noãn thu nhận từ những bệnh nhân điều trị bằng chu kì tự nhiên. Các tác giả đề xuất rằng có lẽ hoạt động KTBT chiêu mộ cả những nang noãn chưa trưởng thành dẫn đến hoạt động in dấu di truyền ở các nang noãn này vẫn chưa hoàn tất ^[24]. Tuy nhiên, một số báo cáo khác lại nêu quan điểm trái ngược khi cho rằng các hoạt động in dấu di truyền trên vùng DMR (DNA Methylation Region) của các gene SNRPN ^[14]và KCNQ1OT1 ^[16]không bị ảnh hưởng bởi phác đồ KTBT theo phác đồ IVM.

Trong hầu hết các nghiên cứu về hoạt động methyl hóa DNA, hoạt động in dấu di truyền ở các vùng gene H19 và DLK1/MEG3 trên NST có nguồn gốc từ bố là các vùng gene được quan tâm nhiều hơn cả. Một nghiên cứu thống kê cho thấy trong sáu noãn người thu nhận từ bệnh nhân có KTBT, có hai noãn biểu hiện các bất thường trong hoạt động methyl hóa gene H19 ^[40]trong khi một nghiên cứu khác thực hiện trên 5 noãn thu nhận bằng phương pháp tương tự lại không phát hiện bất kì dấu hiệu methyl hóa nào ở vùng gene nói trên ^[4]. Tương tự, kết quả ở một nghiên cứu khác cũng nhận thấy phần lớn vùng DMR của gene DLK1/MEG3 ở noãn chưa trưởng thành thu nhận từ bệnh nhân KTBT không được methyl hóa ^[15].

Một nghiên cứu gần đây nhất (2011) thực hiện trên số lượng lớn noãn thu nhận từ mô hình chuột thí nghiệm được KTBT với liều cao và liều thấp cho thấy hai nhóm noãn này có hoạt động methyl hóa trên vùng DMR của các gene SNRPN, KCNQ1OT1, PEG3 và H19 tương tự nhau ^[10]. Trong khi các nghiên cứu của Geuns và cộng sự đưa ra quan điểm rằng hoạt động methyl hóa DNA ở vùng DMR của các gene SNRPN và KCNQ1OT1 ở noãn GV và MI khi thực hiện IVM thì một báo cáo khác lại nhận định rằng sự methyl hóa gene KCNQ1OT1 ở noãn thu nhận từ các bệnh nhân thực hiện IVM có mức độ thấp hơn so với noãn thu nhận từ các ca điều trị bằng chu kì tự nhiên ^[24]. Một nghiên cứu khác trên chuột chứng minh rằng các noãn nuôi cấy IVM có hiện tượng mất methyl hóa ở gene PEG1 ^[23], tuy nhiên, một vài nghiên cứu khác lại đề xuất rằng các hoạt động in dấu di truyền trên các gene ở cả NST có nguồn gốc từ bố và mẹ ở các noãn GV và MII đều không mang bất kì bất thường nào sau khi trải qua các quá trình như tăng trưởng in vitro, IVM và trữ lạnh ^{[2, 3, 43]}.

4.Kết luận
Cho đến nay, nhiều nghiên cứu đã được thực hiện trên mô hình chuột thí nghiệm cũng như trên noãn người nhằm sáng tỏ các cơ chế hoạt động thượng di truyền cũng như các ảnh hưởng của hoạt động HTSS từ KTBT, nuôi cấy in vitro đến các tác động do quá trình trữ/rã, … đến hoạt động in dấu di truyền trên giao tử và phôi. Nhiều nghiên cứu đã chứng minh sự thay đổi hoạt động thượng di truyền phần nào ảnh hưởng đến chất lượng cũng như tiềm năng phát triển của noãn và phôi sau này. Tuy nhiên, các thông tin cung cấp bởi những nghiên cứu nói trên còn riêng lẻ, chưa thống nhất, có thể do sự khác biệt trong cách thiết kế nghiên cứu, đối tượng chọn nghiên cứu, cũng như cách tiếp cận và sử dụng các phương pháp phân tích khác nhau giữa các nhóm nghiên cứu.
Biết được cơ chế cũng như xác định được các ảnh hưởng của hoạt động HTSS lên các cơ chế thượng di truyền này sẽ mở ra một bước tiến mới trong HTSS. Do đó, trong tương lai, rất cần có những nghiên cứu tiến cứu theo dõi sự phát triển của noãn, phôi và theo dõi cả các vấn đề sức khỏe có liên quan đến hoạt động thượng di truyền ở các trẻ sinh ra từ TTON để có thể phác thảo một bức tranh chung về ảnh hưởng của hoạt động HTSS và thượng di truyền. Từ đó, chúng ta có thể cải thiện chất lượng điều trị TTON cũng như đưa ra các hướng điều trị cụ thể cho các trường hợp bố mẹ mang các khiếm khuyết trong từng hoạt động thượng di truyền cụ thể trong tương lai.

 
TÀI LIỆU THAM KHẢO
 
1.         Akiyama, T., et al., Regulation of histone acetylation during meiotic maturation in mouse oocytes. Mol Reprod Dev, 2004. 69(2): p. 222-7.
2.         Anckaert, E., et al., Unaltered imprinting establishment of key imprinted genes in mouse oocytes after in vitro follicle culture under variable follicle-stimulating hormone exposure. Int J Dev Biol, 2009. 53(4): p. 541-8.
3.         Anckaert, E., et al., Ammonium accumulation and use of mineral oil overlay do not alter imprinting establishment at three key imprinted genes in mouse oocytes grown and matured in a long-term follicle culture. Biol Reprod, 2009. 81(4): p. 666-73.
4.         Borghol, N., et al., Epigenetic status of the H19 locus in human oocytes following in vitro maturation. Genomics, 2006. 87(3): p. 417-26.
5.         Bowdin, S., et al., A survey of assisted reproductive technology births and imprinting disorders. Hum Reprod, 2007. 22(12): p. 3237-40.
6.         Chang, A.S., et al., Association between Beckwith-Wiedemann syndrome and assisted reproductive technology: a case series of 19 patients. Fertil Steril, 2005. 83(2): p. 349-54.
7.         Cox, G.F., et al., Intracytoplasmic sperm injection may increase the risk of imprinting defects. Am J Hum Genet, 2002. 71(1): p. 162-4.
8.         de Ruijter, A.J., et al., Histone deacetylases (HDACs): characterization of the classical HDAC family. Biochem J, 2003. 370(Pt 3): p. 737-49.
9.         DeBaun, M.R., E.L. Niemitz, and A.P. Feinberg, Association of in vitro fertilization with Beckwith-Wiedemann syndrome and epigenetic alterations of LIT1 and H19. Am J Hum Genet, 2003. 72(1): p. 156-60.
10.       Denomme, M.M., L. Zhang, and M.R. Mann, Embryonic imprinting perturbations do not originate from superovulation-induced defects in DNA methylation acquisition. Fertil Steril, 2011. 96(3): p. 734-738 e2.
11.       Doornbos, M.E., et al., Infertility, assisted reproduction technologies and imprinting disturbances: a Dutch study. Hum Reprod, 2007. 22(9): p. 2476-80.
12.       Enklaar, T., B.U. Zabel, and D. Prawitt, Beckwith-Wiedemann syndrome: multiple molecular mechanisms. Expert Rev Mol Med, 2006. 8(17): p. 1-19.
13.       Filipponi, D. and R. Feil, Perturbation of genomic imprinting in oligozoospermia. Epigenetics, 2009. 4(1): p. 27-30.
14.       Geuns, E., et al., Methylation imprints of the imprint control region of the SNRPN-gene in human gametes and preimplantation embryos. Hum Mol Genet, 2003. 12(22): p. 2873-9.
15.       Geuns, E., et al., Methylation analysis of the intergenic differentially methylated region of DLK1-GTL2 in human. Eur J Hum Genet, 2007. 15(3): p. 352-61.
16.       Geuns, E., et al., Methylation analysis of KvDMR1 in human oocytes. J Med Genet, 2007. 44(2): p. 144-7.
17.       Gicquel, C., et al., In vitro fertilization may increase the risk of Beckwith-Wiedemann syndrome related to the abnormal imprinting of the KCN1OT gene. Am J Hum Genet, 2003. 72(5): p. 1338-41.
18.       Halliday, J., et al., Beckwith-Wiedemann syndrome and IVF: a case-control study. Am J Hum Genet, 2004. 75(3): p. 526-8.
19.       Horsthemke, B. and J. Wagstaff, Mechanisms of imprinting of the Prader-Willi/Angelman region. Am J Med Genet A, 2008. 146A(16): p. 2041-52.
20.       Hou, J., et al., Epigenetic modification of histone 3 at lysine 9 in sheep zygotes and its relationship with DNA methylation. BMC Dev Biol, 2008. 8: p. 60.
21.       Kageyama, S., et al., Alterations in epigenetic modifications during oocyte growth in mice. Reproduction, 2007. 133(1): p. 85-94.
22.       Kallen, B., et al., In vitro fertilization (IVF) in Sweden: infant outcome after different IVF fertilization methods. Fertil Steril, 2005. 84(3): p. 611-7.
23.       Kerjean, A., et al., In vitro follicular growth affects oocyte imprinting establishment in mice. Eur J Hum Genet, 2003. 11(7): p. 493-6.
24.       Khoueiry, R., et al., Dynamic CpG methylation of the KCNQ1OT1 gene during maturation of human oocytes. J Med Genet, 2008. 45(9): p. 583-8.
25.       Kim, J.M., et al., Changes in histone acetylation during mouse oocyte meiosis. J Cell Biol, 2003. 162(1): p. 37-46.
26.       Lidegaard, O., A. Pinborg, and A.N. Andersen, Imprinting diseases and IVF: Danish National IVF cohort study. Hum Reprod, 2005. 20(4): p. 950-4.
27.       Lucifero, D., M.R. Mann, and M.S. Bartolomei, Gene specific timing and epigenetic memory in oocyte imprinting. Hum Mol Genet, 2004. 13(8): p. 839 - 849.
28.       Maher, E.R., et al., Beckwith-Wiedemann syndrome and assisted reproduction technology (ART). J Med Genet, 2003. 40(1): p. 62-4.
29.       Manning, M., et al., Study of DNA-methylation patterns at chromosome 15q11-q13 in children born after ICSI reveals no imprinting defects. Mol Hum Reprod, 2000. 6(11): p. 1049-53.
30.       McGrath, J. and D. Solter, Completion of mouse embryogenesis requires both the maternal and paternal genome. Cell, 1984. 37(1): p. 179 - 183.
31.       Obata, Y. and T. Kono, Maternal primary imprinting is established at a specific time for each gene throughout oocyte growth. J Biol Chem, 2002. 277(7): p. 5285-9.
32.       Ooga, M., et al., Changes in H3K79 methylation during preimplantation development in mice. Biol Reprod, 2008. 78(3): p. 413-24.
33.       Orstavik, K.H., et al., Another case of imprinting defect in a girl with Angelman syndrome who was conceived by intracytoplasmic semen injection. Am J Hum Genet, 2003. 72(1): p. 218-9.
34.       Owen, C.M. and J.H. Segars, Jr., Imprinting disorders and assisted reproductive technology. Semin Reprod Med, 2009. 27(5): p. 417-28.
35.       Park, K.E., L. Magnani, and R.A. Cabot, Differential remodeling of mono- and trimethylated H3K27 during porcine embryo development. Mol Reprod Dev, 2009. 76(11): p. 1033-42.
36.       Qiao, J., et al., Changes in histone methylation during human oocyte maturation and IVF- or ICSI-derived embryo development. Fertil Steril, 2010. 93(5): p. 1628-36.
37.       Racedo, S.E., et al., Epigenetic modifications and related mRNA expression during bovine oocyte in vitro maturation. Reprod Fertil Dev, 2009. 21(6): p. 738-48.
38.       Reik, W., W. Dean, and J. Walter, Epigenetic reprogramming in mammalian development. Science, 2001. 293(5532): p. 1089-93.
39.       Sarmento, O.F., et al., Dynamic alterations of specific histone modifications during early murine development. J Cell Sci, 2004. 117(Pt 19): p. 4449-59.
40.       Sato, A., et al., Aberrant DNA methylation of imprinted loci in superovulated oocytes. Hum Reprod, 2007. 22(1): p. 26-35.
41.       Surani, M.A., S.C. Barton, and M.L. Norris, Development of reconstituted mouse eggs suggests imprinting of the genome during gametogenesis. Nature, 1984. 308(5959): p. 548  -550.
42.       Sutcliffe, A.G., et al., Assisted reproductive therapies and imprinting disorders--a preliminary British survey. Hum Reprod, 2006. 21(4): p. 1009-11.
43.       Trapphoff, T., et al., DNA integrity, growth pattern, spindle formation, chromosomal constitution and imprinting patterns of mouse oocytes from vitrified pre-antral follicles. Hum Reprod, 2010. 25(12): p. 3025-42.
44.       Wang, Q., et al., The spatial relationship between heterochromatin protein 1 alpha and histone modifications during mouse oocyte meiosis. Cell Cycle, 2008. 7(4): p. 513-20.
45.       Wang, Q., et al., Histone phosphorylation and pericentromeric histone modifications in oocyte meiosis. Cell Cycle, 2006. 5(17): p. 1974-82.
46.       Williams, C.A., Neurological aspects of the Angelman syndrome. Brain Dev, 2005. 27(2): p. 88-94.