ThS. Lê Thị Bích Phượng- Chuyên viên phôi học- Bệnh viện Mỹ Đức Phú Nhuận
 
Tổng quan
Phôi khảm lần đầu tiên được báo cáo vào năm 1993 bởi Delhanty và cộng sự khi phân tích trên tế bào phôi phân chia bằng kỹ thuật lai huỳnh quang tại chỗ (FISH) [1]. Trong giai đoạn đầu phát triển, phần lớn các nghiên cứu đều không chứng minh được lợi ích của việc phân tích di truyền ở phôi tiền làm tổ do chỉ thu nhận 1-2 tế bào phôi phân chia và phân tích bằng kỹ thuật FISH nên kết quả không đại diện cho những phôi bào còn lại cũng như việc đánh giá thể khảm không mang tính toàn diện. Giai đoạn sau này, khi sinh thiết lớp tế bào lá nuôi (TE) và phân tích toàn diện nhiễm sắc thể (NST) bằng kỹ thuật tiên tiến hơn như kỹ thuật lai so sánh bộ gen (aCGH) hay kỹ thuật giải trình tự thế hệ mới (NGS), đặc điểm NST của phôi được phân tích tối ưu hơn và có thể phát hiện được thể khảm ở mức độ thấp. Do đó mà thuật ngữ phôi khảm ngày càng được biết đến nhiều hơn.
 
Phôi khảm là hiện tượng đặc trưng bởi sự hiện diện của hai hoặc nhiều dòng tế bào khác biệt về mặt di truyền trong phôi, hiện tượng này tương đối phổ biến trên phôi người giai đoạn tiền làm tổ, ảnh hưởng lên 15% - 90% phôi phân chia và 30% - 40% phôi nang [2][3]. Thể khảm xuất phát từ sai hỏng phân ly nhiễm sắc thể trong quá trình nguyên phân sau thụ tinh qua nhiều cơ chế khác nhau. Tỉ lệ tế bào bất thường trong phôi khảm phụ thuộc vào sai hỏng phân ly nhiễm sắc thể diễn ra ở giai đoạn nào trong quá trình phát triển tiền làm tổ của phôi [3]. Phôi khảm có thể được chia thành 3 loại chính theo thành phần tế bào: (1) thể khảm nguyên bội/ đa bội- chứa các tế bào đa bội, (2) khảm lệch bội- chứa các dòng tế bào lệch bội khác nhau mà không có tế bào lưỡng bội và (3) khảm nguyên bội/ lệch bội- chứa cả dòng tế bào nguyên bội và lệch bội [1].
 
Đã có nhiều nghiên cứu về các yếu tố ảnh hưởng đến tỉ lệ nguyên bội hoặc lệch bội ở phôi IVF, nhưng số lượng báo cáo về các yếu tố tác động đến tỉ lệ khảm của phôi vẫn còn hạn chế và gây nhiều tranh cãi. Nhiều nghiên cứu cho thấy phôi khảm có thể phát triển thành thai diễn tiến và sinh ra trẻ khoẻ mạnh [4]. Tuy nhiên một số nghiên cứu cũng chỉ ra rằng chuyển phôi khảm cho kết quả thai thấp đáng kể so với chuyển phôi nguyên bội [5][6]. Mục đích của bài tổng quan này nhằm tổng hợp các chứng cứ về các yếu tố ảnh hưởng đến thể khảm và kết cục điều trị trong chu kỳ chuyển phôi khảm của bệnh nhân.
 
Các yếu tố nguy cơ ảnh hưởng đến tỉ lệ khảm trong IVF
Đặc điểm của phôi
Chất lượng phôi và tuổi phôi được xem là yếu tố ảnh hưởng đến tỉ lệ khảm của phôi nhưng vẫn còn gây nhiều tranh cãi. Trước đây, nghiên cứu của Popovic và cộng sự (2018) đã chỉ ra rằng chất lượng của cả ICM và TE đều không ảnh hưởng đến kết quả khảm của phôi khi phân tích trên 58 phôi nang. Nghiên cứu sau đó của Coll và cộng sự (2022) khi phân tích trên 1702 phôi nang bằng kỹ thuật NGS cũng cho thấy rằng chất lượng phôi nang không ảnh hưởng đến tỉ lệ khảm của phôi [7]. Gần đây, nghiên cứu so sánh 1000 phôi khảm với 5561 phôi nguyên bội cho thấy phôi khảm có hình thái ICM được xếp loại A thấp hơn (15,1% với 23,2%) trong khi ICM và TE loại C cao hơn so với nhóm phôi nguyên bội (tương ứng là 19,4% với 14,4%; 28,9% với 18,9%). Trong nghiên cứu của Xixiong và cộng sự (2022), nhóm tác giả đã chỉ ra rằng chất lượng phôi có giá trị dự đoán cho thể khảm ở phôi. Theo đó, phôi có chất lượng kém hơn có tỉ lệ khảm cao hơn. Ngoài ra, nghiên cứu này cũng chỉ ra rằng tuổi phôi cũng là một yếu tố để dự đoán tỉ lệ khảm. Phôi nang ngày 6 có tỉ lệ phôi khảm cao hơn đáng kể so với ngày 5 [8]. Các dữ liệu đã được công bố trước đây cũng đồng ý rằng hình thái phôi kém hơn hoặc phôi chậm phát triển vốn là những phôi mang bất thường nhiễm sắc thể.
 
Đặc điểm của nam giới
Mối tương quan giữa các yếu tố nam với mức độ khảm của phôi đã được một số bài báo cáo đề cập đến. Theo Tarozzi và cộng sự (2019), chất lượng tinh trùng kém tương quan với tăng tỉ lệ khảm. So sánh tỉ lệ phôi khảm ở hai nhóm cho thấy phôi nang của nam giới có chất lượng tinh trùng bình thường có tỉ lệ khảm thấp hơn đáng kể so với nam giới có chất lượng tinh trùng bất thường (3,6% với 0,5%; P = 0,03), đặc biệt, tỉ lệ phôi khảm tăng cao ở nam giới vô sinh do yếu tố nam nặng (7,7%) [9]. Trong nghiên cứu của Coll và cộng sự (2020), nhóm tác giả đã chỉ ra rằng tuổi tác của nam giới có mối tương quan với tỉ lệ khảm ở phôi (OR 1,26, KTC 95% 1,02 – 1,54). Tuy nhiên, nghiên cứu của Xixiong và cộng sự (2022) không tìm thấy mối tương quan giữa chất lượng tinh trùng và tuổi tác của nam giới với tỉ lệ khảm ở phôi.
 
Đặc điểm của chu kỳ kích thích buồng trứng
Kích thích buồng trứng đóng vai trò quan trọng trong hỗ trợ sinh sản giúp chiêu mộ và thúc đẩy sự phát triển của đoàn hệ nang noãn. Kích thích buồng trứng được chứng minh có ảnh hưởng đến chất lượng phôi thông qua việc can thiệp vào quá trình chọn lọc tự nhiên. Trong nghiên cứu của Xixiong và cộng sự, tổng liều gonadotropin và số lượng noãn sau chọc hút có sự khác biệt đáng kể giữa nhóm phôi khảm và phôi không khảm [8]. Tuy nhiên, nghiên cứu của Coll và cộng sự (2020) báo cáo rằng tổng liệu gonadotropin cũng như số lượng noãn thu nhận được sau chọc hút không tương quan với tỉ lệ khảm ở phôi [7].
 
Kỹ thuật phân tích di truyền
Một yếu tố quan trọng khác có thể ảnh hưởng đến tần suất xuất hiện thể khảm là kỹ thuật được sử dụng để phân tích mẫu tế bào sinh thiết. Kỹ thuật FISH là kỹ thuật cổ điển và được thực hiện thường quy trong giai đoạn đầu. Tuy nhiên nhược điểm của FISH là giới hạn về số lượng đầu dò do đó không thể đánh dấu các nhiễm sắc thể trong cùng một chu kỳ, dẫn đến sự khác biệt lớn về tần suất xuất hiện thể khảm giữa các trung tâm. Sau này, sàng lọc toàn bộ nhiễm sắc thể cho kết quả phân tích di truyền chính xác và tin cậy hơn. Kỹ thuật NGS, aCGH được sử dụng phổ biến để phân tích di truyền của phôi. Nhưng NGS là kỹ thuật có nhiều ưu điểm hơn so với aCGH như hiệu quả chi phí, tăng độ phân giải để phát hiện lệch bội phân đoạn, phân tích được lệch bội mức độ thấp, giảm thời gian thao tác… Chứng cứ y văn hiện tại cho kỹ thuật NGS có khả năng phát hiện thể khảm ở mức độ thấp nhất là 17% lệch bội, trong khi mức phát hiện của kỹ thuật aCGH là >25% [10].
 
Kết cục chuyển phôi khảm
Thực hành chuyển phôi khảm đã được thực hiện rộng rãi tại các trung tâm IVF trên thế giới. Trong cuộc khảo sát thực hiện trên các trung tâm IVF tại Mỹ vào năm 2018 của tác giả Kim và cộng sự, chỉ có 95 trung tâm trên tổng số 264 trung tâm thực hiện khảo sát nhận được kết quả khảm khi phân tích di truyền phôi. Theo cuộc khảo sát này, phần lớn các trung tâm IVF chưa bao giờ chuyển phôi khảm (64,8%). Tuy nhiên, hơn 1 nửa số trung tâm thực hiện khảo sát cho thấy sẽ thực hiện chuyển phôi khảm trong tương lai [11].
 
Kết quả điều trị trong các chu kỳ chuyển phôi khảm đã được báo cáo trong nhiều nghiên cứu nhưng các tranh cãi xoay quanh thực hành chuyển phôi khảm vẫn chưa đến hồi kết. Tỉ lệ thai diễn tiến sau khi chuyển phôi khảm dao động trong khoảng 15%- 41% và giảm đáng kể so với nhóm chứng [12]. Với mục đích đánh giá tiềm năng phát triển và làm tổ của phôi khảm so với phôi nguyên bội, Lei Zhang và cộng sự đã thực hiện nghiên cứu so sánh tỉ lệ trẻ sinh sống sau chuyển phôi khảm và chuyển phôi nguyên bội đã thấy rằng tỉ lệ sinh sống (46,6% với 59,1% OR 0,6, KTC 95% 0,38- 0,95) và tỉ lệ thai sinh hoá (65,7% với 76,1%, OR 0,60, KTC 95% 0,37–0,99) giảm đáng kể sau chuyển phôi khảm. Tuy nhiên, không có sự khác biệt nào về tỉ lệ thai lâm sàng và tỉ lệ sẩy thai cũng như các kết cục sản khoa không mong muốn giữa hai nhóm [13]. Một nghiên cứu tiến cứu khác đã báo cáo rằng phôi nang khảm chứa nhiều hơn 50% tế bào lệch bội có kết quả thai thấp hơn đáng kể so với phôi nguyên bội. Trong khi đó, phôi khảm có ít hơn 50% tế bào lệch bội có kết quả thai tương đương với phôi nguyên bội [12]. Nghiên cứu khác của C.Lee và cộng sự (2020) đã báo cáo rằng tỉ lệ làm tổ (65,7% với 51,8%) và tỉ lệ thai diễn tiến (64,8% với 47,0%) ở nhóm chuyển phôi nguyên bội cao hơn đáng kể nhóm chuyển phôi khảm. Tuy nhiên không có sự khác biệt về tuổi thai và cân nặng khi sinh giữa hai nhóm. Tỉ lệ thai diễn tiến ở những bệnh nhân trẻ tuổi chuyển phôi nguyên bội cao hơn so với chuyển phôi khảm (68,7% với 50,0%). Tuy nhiên không có sự khác biệt về tỉ lệ thai diễn tiến ở nhóm bệnh nhân lớn tuổi khi chuyển phôi nguyên bội so với chuyển phôi khảm [14].
 
Kết luận
Các chứng cứ hiện tại đều cho thấy đặc điểm của phôi, đặc điểm của nam giới, đặc điểm của chu kỳ kích thích buồng trứng và kỹ thuật phân tích di truyền là những yếu tố nguy cơ ảnh hưởng đến tỉ lệ khảm ở phôi IVF. Hiện nay, giá trị ứng dụng của phôi khảm đã được nhiều nghiên cứu xác nhận. Nhiều nghiên cứu chỉ ra rằng vẫn có trẻ sinh sống khoẻ mạnh được sinh ra từ phôi khảm. Y văn hiện tại vẫn chưa chứng minh được tại sao chuyển phôi khảm có thể sinh ra được trẻ sinh sống khoẻ mạnh. Một số thí nghiệm trên tế bào động vật đã đưa ra một số giả thuyết về khả năng tự sửa sai và loại bỏ tế bào lệch bội của phôi khảm như thể lệch bội làm thay đổi biểu hiện gen và đặc tính trao đổi chất của tế bào, dẫn đến suy giảm khả năng tăng sinh của tế bào lệch bội từ đó làm giảm thể tích tế bào lệch bội trong phôi khảm [15]. Một nghiên cứu khác cho thấy tế bào gốc phôi nguyên bội có thể có nguồn gốc từ phôi khảm in vitro. Trong suốt quá trình tạo tế bào gốc phôi, tỉ lệ phôi bào lệch bội giảm và biến mất từ đó các tế bào nguyên bội trở nên ưu thế hơn [16]. Một giả thuyết khác cho rằng trong quá trình phát triển của phôi nang, các tế bào lệch bội có nguồn gốc từ dòng ICM bị loại bỏ bởi quá trình apoptosis, trong khi các dòng tế bào TE vẫn mang những bất thường di truyền. Do đó, các phôi khảm có chứa đủ tỉ lệ tế bào nguyên bội có thể phát triển thành trẻ khoẻ mạnh [17]. Tuy nhiên những giả thuyết trên vẫn chưa được chứng minh rõ trên phôi người, vẫn cần thêm các nghiên cứu với chứng cứ mạnh về khả năng sửa sai của phôi khảm để tối ưu hoá việc sử dụng phôi khảm để chuyển cho bệnh nhân.
 
Tài liệu tham khảo
[1]      J. D. Delhanty, J. C. Harper, A. Ao, A. H. Handyside, and R. M. Winston, “Multicolour FISH detects frequent chromosomal mosaicism and chaotic division in  normal preimplantation embryos from fertile patients.,” Hum. Genet., vol. 99, no. 6, pp. 755–760, Jun. 1997, doi: 10.1007/s004390050443.
[2]      E. Fragouli and D. Wells, “Aneuploidy in the human blastocyst.,” Cytogenet. Genome Res., vol. 133, no. 2–4, pp. 149–159, 2011, doi: 10.1159/000323500.
[3]      T. H. Taylor, S. A. Gitlin, J. L. Patrick, J. L. Crain, J. M. Wilson, and D. K. Griffin, “The origin, mechanisms, incidence and clinical consequences of chromosomal mosaicism in humans,” Hum. Reprod. Update, vol. 20, no. 4, pp. 571–581, 2014, doi: 10.1093/humupd/dmu016.
[4]      F. Spinella et al., “Extent of chromosomal mosaicism influences the clinical outcome of in vitro fertilization treatments,” Fertil. Steril., vol. 109, no. 1, pp. 77–83, 2018, doi: 10.1016/j.fertnstert.2017.09.025.
[5]      E. Fragouli et al., “Analysis of implantation and ongoing pregnancy rates following the transfer of mosaic diploid-aneuploid blastocysts.,” Hum. Genet., vol. 136, no. 7, pp. 805–819, Jul. 2017, doi: 10.1007/s00439-017-1797-4.
[6]      S. Munné, “Status of preimplantation genetic testing and embryo selection,” Reprod. Biomed. Online, vol. 37, no. 4, pp. 393–396, Oct. 2018, doi: 10.1016/j.rbmo.2018.08.001.
[7]      N. V Kovaleva and P. D. Cotter, “Factors affecting clinical manifestation of chromosomal imbalance in carriers of  segmental autosomal mosaicism: differential impact of gender.,” J. Appl. Genet., vol. 63, no. 2, pp. 281–291, May 2022, doi: 10.1007/s13353-021-00673-w.
[8]      X. Ai et al., “Risk factors related to chromosomal mosaicism in human blastocysts,” Reprod. Biomed. Online, vol. 45, no. 1, pp. 54–62, 2022, doi: 10.1016/j.rbmo.2022.02.016.
[9]      N. Tarozzi, M. Nadalini, C. Lagalla, G. Coticchio, C. Zacà, and A. Borini, “Male factor infertility impacts the rate of mosaic blastocysts in cycles of  preimplantation genetic testing for aneuploidy.,” J. Assist. Reprod. Genet., vol. 36, no. 10, pp. 2047–2055, Oct. 2019, doi: 10.1007/s10815-019-01584-w.
[10]    X. Li, Y. Hao, N. Elshewy, X. Zhu, Z. Zhang, and P. Zhou, “The mechanisms and clinical application of mosaicism in preimplantation embryos,” J. Assist. Reprod. Genet., vol. 37, no. 3, pp. 497–508, 2020, doi: 10.1007/s10815-019-01656-x.
[11]    T. G. Kim, M. F. Neblett, L. M. Shandley, K. Omurtag, H. S. Hipp, and J. F. Kawwass, “National mosaic embryo transfer practices: a survey,” Am. J. Obstet. Gynecol., vol. 219, no. 6, pp. 602.e1-602.e7, 2018, doi: 10.1016/j.ajog.2018.09.030.
[12]    S. Munné et al., “Clinical outcomes after the transfer of blastocysts characterized as mosaic by  high resolution Next Generation Sequencing- further insights.,” Eur. J. Med. Genet., vol. 63, no. 2, p. 103741, Feb. 2020, doi: 10.1016/j.ejmg.2019.103741.
[13]    L. Zhang, D. Wei, Y. Zhu, Y. Gao, J. Yan, and Z. J. Chen, “Rates of live birth after mosaic embryo transfer compared with euploid embryo transfer,” J. Assist. Reprod. Genet., vol. 36, no. 1, pp. 165–172, 2019, doi: 10.1007/s10815-018-1322-2.
[14]    C.-I. Lee et al., “Healthy live births from transfer of low-mosaicism embryos after preimplantation genetic testing for aneuploidy,” J. Assist. Reprod. Genet., vol. 37, no. 9, pp. 2305–2313, 2020, doi: 10.1007/s10815-020-01876-6.
[15]    M. Dürrbaum, A. Y. Kuznetsova, V. Passerini, S. Stingele, G. Stoehr, and Z. Storchová, “Unique features of the transcriptional response to model aneuploidy in human cells,” BMC Genomics, vol. 15, no. 1, p. 139, 2014, doi: 10.1186/1471-2164-15-139.
[16]    N. Lavon, K. Narwani, T. Golan-Lev, N. Buehler, D. Hill, and N. Benvenisty, “Derivation of euploid human embryonic stem cells from aneuploid embryos.,” Stem Cells, vol. 26, no. 7, pp. 1874–1882, Jul. 2008, doi: 10.1634/stemcells.2008-0156.
[17]    H. Bolton et al., “Mouse model of chromosome mosaicism reveals lineage-specific depletion of aneuploid cells and normal developmental potential,” Nat. Commun., vol. 7, no. 1, p. 11165, 2016, doi: 10.1038/ncomms11165.
 
 

Từ khóa: Các yếu tố ảnh hưởng đến tỉ lệ khảm và kết cục chuyển phôi khảm trong IVF