Ths. Trần Hà Lan Thanh_IVFMD Phú Nhuận

1.    Phân mảnh DNA tinh trùng
Phân mảnh DNA tinh trùng (SDF- sperm DNA fragmentation) được định nghĩa là sự tổn thương cấu trúc vật chất di truyền của tinh trùng, do sự đứt gãy mạch đôi (dsSDF- double stranded sperm DNA fragmentation) hoặc mạch đơn DNA (ssSDF- single stranded sperm DNA fragmentation). Chỉ số phân mảnh DNA tinh trùng (DFI-DNA fragmentation index) được dùng để đánh giá mức độ phân mảnh DNA tinh trùng. DFI được thể hiện bằng tỷ lệ phần trăm (%) tinh trùng có phân mảnh DNA trong tổng số tinh trùng có trong mẫu đánh giá. 

Hiện nay, có nhiều phương pháp đánh giá DFI như: khảo sát cấu trúc nhiễm sắc chất tinh trùng (Sperm Chromatin Structure Assay – SCSA), đánh dấu đứt gãy DNA bằng các dUT được xúc tác bởi enzyme terminal deoxynucleotid transferase (TUNEL), điện di cá thể tế bào đơn (COMET), khảo sát sự phân tán nhiễm sắc chất tinh trùng (SCD). Mỗi phương pháp có ưu nhược điểm riêng nên tuỳ điều kiện áp dụng của mỗi trung tâm TTTON. SCSA xét nghiệm đánh giá duy nhất có quy trình chuẩn hoá và ngưỡng giá trị chuẩn để tham khảo nên được sử dụng rộng rãi tại nhiều trung tâm TTTON trên thế giới. Theo xét nghiệm SCSA, nam giới bình thường có DFI < 15% và lý tưởng nhất là <10%. Nam giới có DFI từ 15% đến 30% có khả năng sinh sản kém và khi DFI >30% có khả năng sinh sản rất thấp. Dựa vào DFI bác sĩ sẽ định hướng được biện pháp hỗ trợ sinh sản thích hợp cho bệnh nhân.
Trong TTTON, vẫn có khả năng một tinh trùng có SDF cao thụ tinh, tạo phôi và kết quả cuối cùng là thụ thai. Phân mảnh DNA tinh trùng cao được một số nghiên cứu chứng minh ảnh hưởng đến quá trình làm tổ của phôi cũng như sự hình thành phôi nang và sẽ làm tăng nguy cơ sẩy thai liên tiếp [1]. Liệu phân mảnh DNA tinh trùng có ảnh hưởng gì đến tiềm năng phát triển của phôi trong TTTON hay không? Tiềm năng phát triển của phôi được đánh giá bằng hình thái phôi, động học phân chia phát triển, cách thức phân chia phôi bào, khả năng phát triển lên phôi nang, làm tổ. Bài viết này sẽ giới thiệu về mối tương quan giữa phân mảnh DNA tinh trùng và tiềm năng phát triển của phôi trong TTTON.

2.    Mối tương quan giữa phân mảnh DNA tinh trùng với kết quả tạo phôi (dựa vào hình thái phôi)
Theo Saleh và cộng sự (2003), DFI tinh trùng khảo sát bằng SCSA có tương quan nghịch với tỷ lệ thụ tinh (r = -0,7) và chất lượng phôi phân chia ngày 3 (r = -0,7) [2]. Nghiên cứu của Oleszczuk (2016) cho thấy DFI không ảnh hưởng đến tỉ lệ tạo thành phôi chất lượng tốt sau ICSI [3]. Nghiên cứu khác lại cho thấy sự phân mảnh DNA tinh trùng có thể gây bất lợi đến sự phát triển của phôi thông qua tỉ lệ phôi tốt ngày 3, tỉ lệ tạo thành phôi nang [4]. Tương tự như kết quả của nghiên cứu của Kim và cộng sự (2019) thực hiện trên 53 cặp bệnh nhân với vợ có đáp ứng buồng trứng bình thường. DFI tinh trùng được đo bằng phương pháp SCD với bộ kit Halosperm, chia thành nhóm DFI ≥30,7% (n=23) và nhóm DFI <30,7% (n=30). Kết quả cho thấy, tỉ lệ phôi ngày 3 chất lượng tốt cao hơn đáng kể ở nhóm DFI thấp (38,1% so với 20,0%; p = 0,038) [5].

Bên cạnh đó, cũng có một số nghiên cứu đã cho thấy có mối tương quan ảnh hưởng của DFI với kết quả tạo phôi (như tỉ lệ thụ tinh, phôi ngày 3, phôi tốt ngày 3, phôi nang…) [6]–[9]. Nghiên cứu của Sedo (2017) cho thấy có tương quan nghịch giữa DFI khảo sát bằng TUNEL với tỉ lệ tạo phôi nang (r = -0,5); DFI cao sẽ cho tỉ lệ thai lâm sàng thấp hơn [6]. Nghiên cứu của Borges và cộng sự (2019) cho thấy không có sự khác biệt về tỉ lệ thụ tinh; nhưng tỉ lệ phôi có tốc độ phôi phân chia bình thường, phôi tốt ngày 3, phôi tốt ngày 5, tỉ lệ làm tổ đều thấp hơn có ý nghĩa ở nhóm DFI cao (≥ 30%) so với DFI thấp (<30%). Trong khi đó, tỉ lệ sẩy thai cao hơn 2,5 lần khi DFI ≥ 30% so với nhóm DFI < 30% [7]. Kết quả nghiên cứu tại bệnh viện Mỹ Đức vào năm 2018 cho thấy DFI không có mối tương quan có ý nghĩa thống kê với tỉ lệ thụ tinh, tỉ lệ tạo phôi ngày 3, phôi tốt ngày 3, tỉ lệ thai lâm sàng [8]. Nghiên cứu của Green và cộng sự (2020), cho thấy sự phân mảnh DNA của tinh trùng vào ngày ICSI không tương quan đến kết quả phôi học và thai sau khi chuyển phôi nang nguyên bội. Khi so sánh giữa nhóm DFI thấp (DFI ≤ 15%, n=179) và nhóm DFI cao (DFI > 15%, n=55) được đo bằng SCSA, không có sự khác biệt về tỉ lệ thụ tinh (86,3 so với 84,2%, OR= 0,86; 95% CI: 0,63 – 1,18), tỉ lệ tạo phôi nang (49,5% so với 48,8%, OR = 1,02; 95% CI: 0,75–1,36), tỉ lệ phôi nang nguyên bội (55,7 so với 52,1%; OR = 0,96; 95% CI: 0,7 – 1,31) giữa các nhóm DFI thấp và cao. Tương tự, kết quả thai cũng tương tự giữa 2 nhóm [9]. Tuy nhiên, vẫn còn ít nghiên cứu về mối tương quan sự phát triển và chất lượng phôi nang với DFI và các kết quả cũng trái chiều nhau. Do đó, cần thêm các nghiên cứu với thiết kế nghiên cứu có độ mạnh bằng chứng tốt để có thể đưa ra kết luận đáng tin cậy về mối tương quan này.

3.    Mối tương quan giữa phân mảnh DNA tinh trùng với động học phát triển của phôi
Hệ thống nuôi cấy phôi kết hợp với camera quan sát liên tục (TLM: time-lapse monitoring) cho phép đánh giá chi tiết hình thái phôi, phản ánh chính xác cung cấp các thông số động học phát triển phôi. Chính vì thế, TLM đã trở thành công cụ lựa chọn phôi tiềm năng tốt theo cách không xâm lấn. Nuôi phôi kết hợp với TLM được chứng minh là an toàn và hiệu quả dựa vào những nghiên cứu đoàn hệ của nhiều tác giả trên thế giới. TLM giúp lựa chọn phôi tiềm năng làm tổ tốt hơn, dẫn đến tỉ lệ sinh và số trẻ sinh sống cao hơn so với nuôi cấy tủ thông thường. Các nghiên cứu trước đây thường đánh giá tác động của điều kiện nuôi cấy phôi hoặc chất lượng noãn, nguồn gốc tinh trùng đối với tốc độ phát triển của phôi. Các nghiên cứu đánh giá mối tương quan giữa phân mảnh DNA tinh trùng đối với tiềm năng phát triển của phôi được khảo sát nhờ TLM vẫn còn hạn chế và kết quả vẫn còn nhiều tranh luận.

Nghiên cứu động học phát triển của phôi bằng TLM cho thấy có mối tương quan giữa DFI cao với phôi phát triển chậm hơn ở chu kỳ ICSI và nhanh hơn ở chu kỳ IVF cổ điển [10]. Nghiên cứu của Wdowiak (2015) cho kết luận SDF có ảnh hưởng đến tỉ lệ hình thành phôi nang; đồng thời DFI có tương quan thuận với một số thông số động học như thời gian phân chia hoàn toàn thành 2,3,4,5... tế bào (t2, t3, t4, t5…)-t2 (r = 0,650; p < 0,001), t3 (r = 0,544; p < 0,001), t4 (r = 0,677; p < 0,001), t5 (r = 0,171; p = 0,029) và thời gian hình thành khoang phôi-tB (r = 0,537; p < 0,001) [11]. Nghiên cứu của Esbert và cộng sự (2018) cho thấy có mối tương quan giữa DFI (đo bằng TUNEL) với sự phân chia của phôi. Cụ thể là thời gian xuất hiện thể cực thứ 2 (tPB2), thời gian xuất hiện tiền nhân (tPN), thời gian phân chia hoàn toàn thành 2, 3, 4, 5, … tế bào (t2, t3, t4, t5…) và thời gian hình thành phôi dâu (tM) đều chậm hơn khi nguồn tinh trùng có DFI cao. Nghiên cứu này cho thấy DFI cao làm trì hoãn sự phân chia tế bào và sự hiện diện của DNA tổn thương gia tăng làm tăng thời gian hoạt hoá cơ chế sửa sai DNA của noãn trước lần phân chia phôi bào thứ nhất. Hơn nữa, nghiên cứu cũng ghi nhận không có mối tương quan giữa DFI với sự phân chia bất thường, và khả năng lên phôi nang [12]. Theo nghiên cứu khác, DFI có mối tương quan thuận đáng kể với 2 thông số động học tPB2 (r = 0,02; p = 0,015) và tPN (r = 0,09; p = 0,034) [13]. Nghiên cứu của Aida Casanovas và cộng sự (2019) thực hiện trên 196 phôi từ 43 bệnh nhân sử dụng phương pháp alkaline COMET để đánh giá đứt gãy mạch đơn (ssSDF) và mạch đôi (dsSDF). Kết quả nghiên cứu cho thấy có sự trì hoãn về động học phôi ở các loại đứt gãy DNA. Tuy nhiên đối với ssSDF, sự trì hoãn này được quan sát chủ yếu ở giai đoạn tiền nhân nhưng được phục hồi ở các giai đoạn phát triển tiếp theo do đó không có sự khác biệt đáng kể về động học phôi và tỉ lệ làm tổ ở những bệnh nhân có ssSDF cao. Trong khi đó những bệnh nhân có dsSDF cao có sự trì hoãn động học phát triển phôi ở các giai đoạn như tPB2, t4, t8, tM. Đồng thời, tỉ lệ hình thành phôi nang và làm tổ cũng giảm đáng kể [14]. Những phân tích giá trị dsSDF có thể cung cấp thông tin chẩn đoán cho các yếu tố vô sinh nam đặc biệt ở những chu kì ICSI khi sự lựa chọn tinh trùng chủ yếu dựa trên sự di động và hình thái bên ngoài [13], [14].

Năm 2020, có 2 nghiên cứu đánh giá mối tương quan giữa phân mảnh DNA tinh trùng với động học hình thái phôi ở các chu kỳ điều trị bằng IVF cổ điển. Nghiên cứu quan sát của Nikolova và cộng sự thực hiện trên 223 phôi từ 86 bệnh nhân sử dụng SCSA để đo DFI. Kết quả cho thấy, thông số thời gian biến mất tiền nhân (tPNf, r = -0,23) và t2 (r = -0,25) có mối tương quan nghịch với DFI [15]. Một nghiên cứu tiến cứu thực hiện trên 53 bệnh nhân chia thành 4 nhóm với chỉ số DFI khác nhau được đo bằng SCD (<6,5%; 6,5–10,7%; 10,7–20,1% và  >20,1%). Kết quả cho thấy một số thông số động học như t6 (p = 0,012), t7 (p = 0,045), t8 (p = 0,013) và khoảng thời gian đồng bộ chu kỳ tế bào thứ nhất (s1 = t2−tPNF; p = 0,001) khác biệt đáng kể giữa 4 nhóm. Tỉ lệ phôi chất lượng tốt và tỉ lệ hợp tử có điểm số trong hệ thống Z- score là Z1 thì có mối tương quan đáng kể với DFI tinh trùng [16]. Như vậy, sự phân mảnh DNA có ảnh hưởng xấu đến sự phát triển của phôi ở cả hình thái học và động học ở các chu kỳ IVF cổ điển [15], [16].

Mặt khác, một thông số có giá trị tiên lượng được ghi nhận bằng SCSA là thông số DNA có tính ổn định cao (HDS-High DNA Stainable). Thông số này còn biểu thị cho sự hiện diện của tinh trùng chưa trưởng thành trong mẫu. Đến năm 2009, đã tìm được giá trị ngưỡng tiên lượng tỉ lệ thụ tinh tốt và có thai ở nhóm điều trị IVF là HDS £ 15%. HDS cao (≥ 15%) có tương quan nghịch đến tỉ lệ thụ tinh sau IVF nhưng không có ảnh hưởng đến tỉ lệ thụ tinh, phôi nang của chu kỳ điều trị ICSI [17]. Kết quả của nghiên cứu năm 2015, HDS cũng không có mối tương quan đáng kể đến tỉ lệ thụ tinh, tỉ lệ phôi nang, làm tổ của chu kỳ điều trị IVF/ICSI; nhưng có tương quan nghịch đến tỉ lệ sẩy thai (r = -0,177) và tương quan thuận với tỉ lệ trẻ sinh sống (r = 0,056) của chu kỳ ICSI [18]. Đã có một số nghiên cứu chỉ ra rằng tỉ lệ HDS cao (HDS >15%) dẫn đến việc ngừng phát triển phôi sớm cũng như sẩy thai sớm; tuy nhiên các kết quả này không đồng nhất [19]. Cũng như chưa có nghiên cứu nào đánh giá mối tương quan giữa HDS với động học phát triển của phôi ở các chu kỳ điều trị IVF/ICSI.

4.    Kết luận
Những dữ liệu hiện tại cho thấy mối tương quan giữa phân mảnh DNA tinh trùng và tiềm năng phát triển của phôi sau IVF cổ điển/ ICSI. Tuy nhiên, vẫn còn ít nghiên cứu về mối tương quan sự phát triển phôi cả hình thái và động học với DFI; và các kết quả cũng trái chiều nhau. Bên cạnh DFI, thì HDS cao có thể gây bất lợi đến thụ tinh và phát triển của phôi; tuy nhiên các kết quả này không đồng nhất. Do đó, cần thêm các nghiên cứu với thiết kế nghiên cứu có độ mạnh bằng chứng tốt để có thể đưa ra kết luận đáng tin cậy về mối tương quan này. Chính vì thế, cần các nghiên cứu nhằm đánh giá mối tương quan DFI và HDS của tinh trùng với tiềm năng phát triển của phôi theo dõi bằng hệ thống TLM.

Tài liệu tham khảo
[1]       D. B. McQueen, J. Zhang, and J. C. Robins, “Sperm DNA fragmentation and recurrent pregnancy loss: a systematic review and meta-analysis,” Fertil. Steril., 2019.
[2]       R. A. Saleh et al., “Negative effects of increased sperm DNA damage in relation to seminal oxidative stress in men with idiopathic and male factor infertility,” Fertil. Steril., vol. 79, no. SUPPL. 3, pp. 1597–1605, 2003.
[3]       K. Oleszczuk, A. Giwercman, and M. Bungum, “Sperm chromatin structure assay in prediction of in vitro fertilization outcome,” Andrology, vol. 4, no. 2, pp. 290–296, 2016.
[4]       Z. Wei‑Wei et al., “Sperm DNA damage has a negative effect on early embryonic development following in vitro fertilization,” Asian J. Androl., vol. 20, pp. 75–79, 2018.
[5]       S. M. Kim, S. K. Kim, B. C. Jee, and S. H. Kim, “Effect of Sperm DNA Fragmentation on Embryo Quality in Normal Responder Women in In Vitro Fertilization and Intracytoplasmic Sperm Injection,” Yonsei Med. J., vol. 60, no. 5, p. 461, 2019.
[6]       C. A. Sedó et al., “Effect of sperm DNA fragmentation on embryo development: Clinical and biological aspects,” JBRA Assist. Reprod., vol. 21, no. 4, pp. 343–350, 2017.
[7]       E. Borges, B. F. Zanetti, A. S. Setti, D. P. de A. F. Braga, R. R. Provenza, and A. Iaconelli, “Sperm DNA fragmentation is correlated with poor embryo development, lower implantation rate, and higher miscarriage rate in reproductive cycles of non–male factor infertility,” Fertil. Steril., pp. 1–7, 2019.
[8]       N. T. Q. Tiên, M. P. Q. Mai, D. N. D. Tuyền, N. M. T. Lộc, and N. T. T. Hà, “Mối tương quan của chỉ số phân mảnh DNA tinh trùng và kết quả tiêm tinh trùng vào bào tương noãn,” 2018.
[9]       K. A. Green, G. Patounakis, M. P. Dougherty, M. D. Werner, R. T. Scott, and J. M. Franasiak, “Sperm DNA fragmentation on the day of fertilization is not associated with embryologic or clinical outcomes after IVF/ICSI,” J. Assist. Reprod. Genet., vol. 37, no. 1, pp. 71–76, 2020.
[10]     F. Hambiliki et al., “Sperm DNA integrity is associated with time-lapse parameters of early embryonic development,” Reprod. Biomed. Online, vol. 32, p. S1, 2016.
[11]     A. Wdowiak, S. Bakalczuk, and G. Bakalczuk, “The effect of sperm DNA fragmentation on the dynamics of the embryonic development in intracytoplasmatic sperm injection,” Reprod. Biol., vol. 15, no. 2, pp. 94–100, 2015.
[12]     M. Esbert et al., “High sperm DNA fragmentation delays human embryo kinetics when oocytes from young and healthy donors are microinjected,” Andrology, vol. 6, no. 5, pp. 697–706, 2018.
[13]     M. Esbert, S. R. Soares, A. Pacheco, A. Ballesteros, M. Florensa, and M. Meseguer, “Human zygotes respond to sperm DNA damage by delaying embryonic development,” Fertil. Steril., vol. 110, no. 4, pp. e92–e93, 2018.
[14]     A. Casanovas et al., “Double-stranded sperm DNA damage is a cause of delay in embryo development and can impair implantation rates,” Fertil. Steril., vol. 111, no. 4, pp. 699–707, 2019.
[15]     S. Nikolova, D. Parvanov, V. Georgieva, I. Ivanova, R. Ganeva, and G. Stamenov, “Impact of sperm characteristics on time‐lapse embryo morphokinetic parameters and clinical outcome of conventional IVF,” Andrology, p. andr.12781, 2020.
[16]     F. Anbari, M. A. Khalili, A. Agha-Rahimi, B. Maleki, A. Nabi, and N. Esfandiari, “Does sperm DNA fragmentation have negative impact on embryo morphology and morphokinetics in IVF programme?,” Andrologia, vol. 52, no. 11, pp. 1–7, 2020.
[17]     M. R. Virro, K. L. Larson-Cook, and D. P. Evenson, “Sperm chromatin structure assay (SCSA®) parameters are related to fertilization, blastocyst development, and ongoing pregnancy in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection cycles,” Fertil. Steril., vol. 81, no. 5, pp. 1289–1295, 2004.
[18]     B. E. Speyer et al., “Successful outcomes achieved in assisted reproduction cycles using sperm with high levels of high DNA stainability,” Syst. Biol. Reprod. Med., vol. 61, no. 5, pp. 293–299, 2015.
[19]     E. Jerre, M. Bungum, D. Evenson, and A. Giwercman, “Sperm chromatin structure assay high DNA stainability sperm as a marker of early miscarriage after intracytoplasmic sperm injection,” Fertil. Steril., vol. 112, no. 1, pp. 46-53.e2, 2019.

Từ khóa: Mối tương quan giữa phân mảnh DNA tinh trùng và tiềm năng phát triển của phôi thụ tinh trong ống nghiệm