Nhiều nghiên cứu gần đây nhấn mạnh rằng bên cạnh mật độ, di động và hình dạng, sự toàn vẹn DNA tinh trùng đóng vai trò quan trọng trong việc quyết định chất lượng và tiềm năng phát triển của phôi. Tuy nhiên, tác động của phân mảnh DNA không chỉ phụ thuộc vào bản thân tinh trùng mà còn bị chi phối bởi khả năng sửa chữa DNA của noãn.

Tinh trùng là một tế bào đặc biệt với DNA được đóng gói chặt chẽ nhờ protein protamine, giúp bảo vệ vật chất di truyền nhưng đồng thời cũng làm cho hệ thống sửa chữa DNA gần như không hoạt động. Từ góc nhìn này có thể thấy, tinh trùng truyền bộ gene cho phôi nhưng không có khả năng đảm bảo tính toàn vẹn chính bộ gene của mình. Sự phân mảnh DNA tinh trùng (Sperm DNA Fragmentation - SDF) được định nghĩa là sự đứt gãy của vật chất di truyền và được chia thành hai loại: đứt gãy mạch đơn (Single-Stranded DNA Fragmentation - ssSDF) và đứt gãy mạch đôi (Double-Stranded DNA Fragmentation - dsSDF). Cho đến nay có rất nhiều bằng chứng chỉ ra rằng sự phân mảnh DNA bắt nguồn từ những nguyên nhân liên quan đến các yếu tố bên trong như khiếm khuyết trong quá trình trưởng thành tinh trùng, apoptosis không hoàn chỉnh hoặc stress oxy hóa. Ngoài ra, một số lý do khác như giãn tĩnh mạch thừng tinh, thói quen sử dụng rượu bia, thuốc lá và thời gian kiêng xuất tinh kéo dài cũng được chứng minh làm tăng tổn thương DNA tinh trùng [1]. Trong quá trình sinh tinh, tinh trùng có khả năng sửa chữa tổn thương DNA thông qua việc cắt bỏ base (Base Excision Repair - BER). Tuy nhiên, do sự đóng gói chặt chẽ của DNA ở giai đoạn trưởng thành làm cho cơ chế sửa chữa không còn hoạt động hiệu quả. Do đó, các tổn thương DNA có thể được mang theo và góp phần làm phân mảnh NST có nguồn gốc từ bố sau khi thụ tinh [1, 2].

Theo Pardiñas và cộng sự (2025), quá trình sửa chữa tổn thương DNA không chỉ phụ thuộc vào bản thân tinh trùng mà còn nhờ vào khả năng sửa chữa của noãn. Đối với đứt gãy mạch đơn, cơ chế sửa chữa chủ yếu là Base Excision Repair (BER) hoặc Single-Strand Break Repair (SSBR). Những cơ chế này giúp xử lý các tổn thương do stress oxy hóa, bao gồm nhận diện và loại bỏ base bị hư hỏng, chèn nucleotide đúng và nối lại mạch DNA. Ngược lại, đứt gãy mạch đôi là dạng tổn thương nghiêm trọng hơn, được sửa chữa thông qua hai cơ chế chính là tái tổ hợp tương đồng (Homologous Recombination - HR) và nối không tương đồng (Non-Homologous End Joining - NHEJ). Trong đó, HR sử dụng một bản sao DNA tương đồng làm khuôn để sửa chữa, giúp bảo tồn tính toàn vẹn của bộ gene nhưng đòi hỏi phải có khuôn phù hợp. NHEJ sẽ hoạt động nhanh hơn bằng cách nối trực tiếp hai đầu DNA bị đứt, nhưng dễ gây sai sót như mất hoặc thêm nucleotide dẫn đến đột biến. Điểm chung của những cơ chế này là phụ thuộc vào nguồn dự trữ từ bào tương noãn như các enzyme sửa chữa DNA, protein và mRNA [1]. Khi mức độ tổn thương quá lớn, khả năng sửa chữa của noãn không còn hiệu quả và làm cho các sai sót vẫn còn tồn tại. Do đó, khi phôi bắt đầu phân chia, các bất thường trong khi phân ly NST sẽ xảy ra và ảnh hưởng đến chất lượng phôi sớm. Để chứng minh giả thuyết trên, nghiên cứu của Chuang và cộng sự (2026) đã so sánh hai nhóm SDF < 20% và SDF ≥ 20%, kết quả cho thấy nhóm SDF ≥ 20% có tỷ lệ phôi tốt ngày 3 thấp hơn đáng kể so với nhóm SDF < 20% (37,35% - 57,89%, p < 0,05) [3]. Mặt khác, các đứt gãy DNA sợi đôi ở tinh trùng được chứng minh là tập trung chủ yếu ở vùng Matrix Attachment Regions (MARs), với hai đầu DNA cũng gắn chặt vào khung nhân (Nuclear Matrix). Khi xảy ra đứt gãy, cả hai đầu của đoạn DNA bị đứt vẫn bị giữ chặt bởi protein protamine và khung nhân, vì vậy đứt gãy vẫn tiếp tục tồn tại đến khi phôi bắt đầu phân chia. Nếu tổn thương DNA không được sửa chữa trước giai đoạn hoạt hóa bộ gene phôi (Embryonic Genome Activation - EGA), phôi vẫn có thể tiếp tục phân chia nhưng các đứt gãy DNA mạch đôi có thể còn tồn tại. Khi đến giai đoạn phôi dâu, các checkpoint như G1/S và G2/M, apoptosis sẽ được kích hoạt để sửa chữa tổn thương DNA, từ đó làm chậm toàn bộ quá trình phân chia của phôi và kéo dài thời gian đạt đến phôi nang [4]. Trong phiên báo cáo tại ESHRE 2021, một nghiên cứu sử dụng hệ thống nuôi cấy time-lapse trên 527 phôi nuôi đến ngày 5 để so sánh giữa nhóm có DFI cao và DFI thấp. Kết quả ghi nhận rằng phôi từ nhóm DFI cao có thời gian hình thành phôi nang muộn hơn khoảng 8 giờ so với nhóm DFI thấp. Đồng thời, tỷ lệ phôi phân chia bị bất thường cao hơn ở nhóm DFI ≥ 30% so với DFI < 30% (9,3% - 4,4%, p < 0,05) [5]. Khi phân tích sâu hơn về chất lượng di truyền của phôi, Gao và cộng sự (2023) đã nghiên cứu trên hai nhóm bệnh nhân có tỷ lệ SDF < 27% và SDF ≥ 27%. Kết quả ghi nhận tỷ lệ phôi nang mang lệch bội đoạn (Segmental Chromosomal Aneuploidy) ở nhóm SDF ≥ 27% cao hơn rõ rệt so với nhóm SDF < 27% (11,57% - 5,83%, p < 0,05). Không những vậy, tỷ lệ phôi nang mang lệch bội nguyên NST (Whole Chromosomal Aneuploidy) có nguồn gốc từ bố ở nhóm SDF ≥ 27% cũng cao hơn (46,43% - 23,33%, p < 0,05) [6]. Ngoài ra, nghiên cứu của Machałowski và cộng sự (2025) cũng đã chứng minh cứ mỗi lần tăng tỷ lệ SDF lên 1% thì tỷ lệ thu nhận phôi tốt ngày 5 sẽ giảm 2,5% (p < 0,05) [7]. Ngoài những ảnh hưởng đến phôi thì SDF cao còn được chứng minh có liên quan trực tiếp đến kết quả hỗ trợ sinh sản. Trong nghiên cứu của Wan và cộng sự (2026) ghi nhận nhóm SDF cao có tỷ lệ thai lâm sàng thấp hơn đáng kể so với nhóm SDF thấp trong IVF cổ điển và IUI (p < 0,05) [8]. Trong ICSI, nguy cơ sảy thai ở nhóm SDF cao cũng tăng đáng kể so với nhóm SDF thấp (p < 0,05). Điều này chứng tỏ rằng tác động của sự phân mảnh DNA tinh trùng không giới hạn ở giai đoạn phát triển phôi sớm mà còn kéo dài đến giai đoạn phôi nang và tác động đến kết cục hỗ trợ sinh sản.

Dựa trên những ảnh hưởng bất lợi của SDF, nhiều chiến lược can thiệp đã được đề xuất nhằm cải thiện chất lượng DNA tinh trùng trước khi thực hiện TTTON. Trong bài phân tích tổng hợp của  Szabó và cộng sự (2025) đánh giá hiệu quả của nhiều biện pháp điều trị ở nam giới có SDF cao cho thấy phẫu thuật điều trị giãn tĩnh mạch thừng tinh là phương pháp mang lại hiệu quả rõ rệt trong việc cải thiện độ toàn vẹn DNA tinh trùng. Kết quả cho thấy sau 3 tháng điều trị, mức tổn thương DNA tinh trùng giảm trung bình khoảng 6,74% và sau 6 tháng giảm khoảng 12,39%. Bài báo cũng ghi nhận điều trị bằng hormone FSH giúp giảm khoảng 6,66% mức tổn thương DNA tinh trùng, trong khi thay đổi lối sống như giảm cân, tập thể dục giúp giảm khoảng 3,24% [9]. Ngoài ra, nhiều kỹ thuật xử lý tinh trùng cũng được sử dụng để giảm tỷ lệ tinh trùng mang tổn thương DNA trước khi thực hiện IVF/ICSI. Theo Kim và cộng sự (2017), phương pháp phổ biến như swim-up giúp giảm tỷ lệ phân mảnh DNA tinh trùng từ 27,0% còn 9,7% sau xử lý (p < 0,05), tỷ lệ tinh trùng có cấu trúc chromatin bất thường cũng giảm từ 15,7% xuống còn 10,3% sau DGC (p < 0,05) [10]. Trong những năm gần đây, các hệ thống microfluidic đang được xem là hướng tiếp cận tiềm năng hơn nhờ cơ chế chọn lọc tinh trùng mà không cần ly tâm, giúp hạn chế tạo gốc oxy hóa tự do (Reactive Oxygen Species - ROS) trong quá trình xử lý mẫu. Theo Meseguer và cộng sự (2025), microfluidic cho thấy nhiều kết quả phôi học khả quan hơn so với DGC hay swim-up. Cụ thể, tỷ lệ phôi nang ở nhóm microfluidic đạt khoảng 50,0%, cao hơn so với 41,7% ở nhóm đối chứng (p < 0,05). Đồng thời, tỷ lệ phôi nang chất lượng tốt cũng tăng từ 32,5% ở nhóm chứng lên 40,8% ở nhóm microfluidic [11].

Từ những phân tích trên, chúng ta có thể thấy tác động của phân mảnh DNA tinh trùng không mang tính tuyến tính mà phụ thuộc vào giới hạn sửa chữa của noãn. Khi vượt quá ngưỡng này, các tổn thương tích lũy sẽ biểu hiện từ giai đoạn phôi sớm đến phôi nang, làm suy giảm chất lượng, tiềm năng phát triển của phôi và ảnh hưởng bất lợi đến kết quả hỗ trợ sinh sản. Do đó, việc đánh giá SDF cũng như áp dụng các chiến lược can thiệp nhằm cải thiện chất lượng DNA tinh trùng trước IVF/ICSI đóng vai trò quan trọng trong việc nâng cao tiềm năng phát triển của phôi.

 

TÀI LIỆU THAM KHẢO

  1. Pardiñas, Maria Luisa, et al. "Oocyte-mediated repair of sperm DNA fragmentation: a critical determinant of embryo viability." Reproductive BioMedicine Online (2025): 105165.

  2. Middelkamp, Sjors, et al. "Sperm DNA damage causes genomic instability in early embryonic development." Science advances 6.16 (2020): eaaz7602.

  3. Chuang, Yu-Li, et al. "Effects of Sperm DNA Fragmentation on Embryonic Cleavage and Semen Parameters in In Vitro Fertilization Treatment." Journal of Aging Research 2026.1 (2026): 9920736.

  4. Casanovas, Aida, et al. "Double-stranded sperm DNA damage is a cause of delay in embryo development and can impair implantation rates." Fertility and sterility 111.4 (2019): 699-707.

  5. Session 72: Sperm DNA fragmentation: alive and kicking (ESHRE)

  6. Gao, Jiangman, et al. "The effect of sperm DNA fragmentation on the incidence and origin of whole and segmental chromosomal aneuploidies in human embryos." Reproduction 166.2 (2023): 117-124.

  7. Machałowski, Tomasz, et al. "Sperm DNA Fragmentation Impairs Early Embryo Development but Is Not Predictive of Pregnancy Outcomes: Insights from 870 ICSI Cycles." International Journal of Molecular Sciences 26.16 (2025): 7923.

  8. Wan, Bangbei, et al. "Sperm DNA fragmentation and assisted reproduction: an umbrella meta-analysis." European Journal of Medical Research 31.1 (2026): 218.

  9. Szabó, Anett, et al. "Assessing the efficacy of varicocelectomy, antioxidants, FSH treatment, and lifestyle modifications on sperm DNA fragmentation: a systematic review and meta-analysis." Scientific reports 15.1 (2025): 10118.

  10. Kim, Sung Woo, et al. "Sperm DNA fragmentation and sex chromosome aneuploidy after swim-up versus density gradient centrifugation." Clinical and Experimental Reproductive Medicine 44.4 (2017): 201.

  11. Meseguer, Fernando, et al. "Novel sperm selection device on the basis of microfluidics improves usable blastocyst rates, embryo morphology, and morphokinetic patterns: sibling cohort prospective study." F&S Reports 6.4 (2025): 436-445.