Trương Thị Thanh Bình và cộng sự

GIỚI THIỆU

Quản lý chất lượng là một phần không thể thiếu của một trung tâm thụ tinh trong ống nghiệm đang trong giai đoạn hoàn thiện các quy trình kỹ thuật. Quy trình này là một sự tích hợp của các hoạt động liên quan đến chất lượng bao gồm kiểm soát chất lượng (Quality Control – QC), bảo đảm chất lượng (Quality Assurance – QA) và cải tiến chất lượng (Quality Improvement – QI). Trong labo IVF, kiểm soát chất lượng là một hoạt động cần thực hiện trước tiên và nên được duy trì liên tục nhằm đạt được kết quả điều trị ổn định. Kiểm soát chất lượng trước hết nên được thực hiện trên môi trường nuôi cấy và dụng cụ tiêu hao, vốn là những vật tiếp xúc trực tiếp với trứng, tinh trùng và phôi. Hiện tại, ở các trung tâm thụ tinh trong ống nghiệm, các sản phẩm này đều được cung cấp bởi các nhà sản xuất, trải qua các quá trình kiểm định chất lượng nghiêm ngặt, đảm bảo các sản phẩm này không chứa các chất gây độc cho tế bào. Tuy nhiên, mỗi trung tâm vẫn cần xây dựng một quy trình kiểm soát chất lượng riêng đối với các sản phẩm này trước khi đưa vào sử dụng vì nhiều lý do:

- Chất lượng của sản phẩm vẫn có thể bị ảnh hưởng bởi nhiều rủi ro trong quá trình vận chuyển, bảo quản…

- Giúp kiểm soát tốt sự vận hành của toàn bộ hệ thống nuôi cấy, nhanh chóng tìm ra nguyên nhân khi có sự cố xảy ra.

- Có thể đưa ra hành động hữu hiệu khi có sự báo động về chất lượng điều trị.

Cho đến nay, các thử nghiệm sinh học (bioassays) được xem là công cụ để kiểm soát chất lượng labo IVF một cách hiệu quả nhất. Có 3 thử nghiệm sinh học thông dụng thường được sử dụng đối với môi trường nuôi cấy và dụng cụ tiêu hao là:

1.  Thử nghiệm phôi chuột (Mouse Embryo Assay – MEA): Đây là thử nghiệm sinh học được sử dụng từ rất lâu, thực hiện bằng cách nuôi cấy phôi chuột 1 (hợp tử) hoặc 2 tế bào đến giai đoạn phôi nang (Ackerman et al, 1984a,b). Mặc dù đơn giản, dễ thực hiện nhưng việc sử dụng phương pháp này trong labo IVF còn nhiều hạn chế như: các chủng chuột khác nhau có độ nhạy khác nhau (Fleetham và cs., 1993), cần trang bị labo riêng cho động vật, do đó các quy trình phức tạp và tốn kém…

2.  Thử nghiệm sức sống tinh trùng chuột (Hamster Sperm Survival Test): ít phổ biến, do hạn chế về nguồn nguyên liệu và tốn kém do phải đầu tư labo động vật riêng.

3.  Thử nghiệm sức sống tinh trùng người (Human Sperm Survival Test): Thử nghiệm này rất hiệu quả, đáng tin cậy và rất phổ biến trong kiểm soát chất lượng labo hỗ trợ sinh sản (Critchlow et al, 1989; Claassens et al, 2000). Thử nghiệm sử dụng nguồn nguyên liệu là tinh trùng người, có sẵn trong các phòng xét nghiệm tinh dịch đồ, đồng thời có thể được thực hiện ngay trong labo IVF, do đó, giúp chủ động hơn trong việc chuẩn bị mẫu và thực hiện thử nghiệm.

Trong nghiên cứu này, chúng tôi đề cập đến cách xây dựng một quy trình kiểm soát chất lượng bằng thử nghiệm sức sống tinh trùng người (Human Sperm Survival Test) trong điều kiện của phòng thí nghiệm. Tương tự các quy trình kiểm soát chất lượng khác trong quản lý chất lượng, quá trình thực hiện kiểm soát chất lượng bằng thử nghiệm sức sống tinh trùng người cũng tuân theo quy trình PDCA (Plan – Do – Check – Act), cụ thể gồm các giai đoạn sau:

1.  Lập kế hoạch (Plan):

- Đưa ra thời hạn thực hiện của từng giai đoạn, từng công việc cụ thể.

- Dự trù môi trường, dụng cụ, thiết bị.

- Tham khảo các phương pháp khác nhau, sau đó thống nhất phương pháp chuẩn để thực hiện 1 thử nghiệm sức sống tinh trùng người.

2.  Thực hiện (Do):

- Tiến hành thực hiện, lặp lại thử nghiệm nhiều lần.

- Ghi nhận số liệu và đánh giá độ ổn định của các giá trị của thử nghiệm.

- Phân tích số liệu, tham khảo ý kiến của các chuyên gia, thống nhất và đưa ra ngưỡng giá trị SMI (Sperm Mobility Index) ban đầu (SMI_o).

- Thực hiện thử nghiệm trên một số mẫu ngẫu nhiên của một số lô môi trường hoặc dụng cụ.

- Ghi nhận giá trị SMI và các kết quả điều trị như: tỷ lệ thụ tinh, tỷ lệ tạo thành phôi, tỷ lệ thai lâm sàng…

- Phân tích mối liên quan giữa các giá trị SMI này và kết quả điều trị, đánh giá tính phù hợp của giá trị SMI_o ban đầu từ đó xây dựng chuẩn đối sánh (benchmark) cho các giá trị SMI.

3.  Kiểm tra (Check): thực hiện thử nghiệm trên các lô môi trường hoặc dụng cụ hàng tháng.

4.  Hành động (Act): đưa ra hướng hành động cụ thể cho từng trường hợp và bắt đầu lại quy trình PDCA. Sau đây là một vài trường hợp có thể xảy ra trong quá trình kiểm tra:

- SMI trên ngưỡng, kết quả điều trị tốt: có thể tiến hành tăng giá trị ngưỡng và xem xét có hay không khả năng tăng chất lượng điều trị. Nếu kết quả điều trị không thay đổi khi đã tăng giá trị ngưỡng, vẫn sử dụng giá trị ngưỡng ban đầu. Ngoài ra, có thể xem xét khả năng giảm giá trị ngưỡng nhưng chất lượng điều trị không đổi để giảm chi phí.

- SMI trên ngưỡng, kết quả điều trị xấu: xem xét các yếu tố ảnh hưởng khác và lặp lại quy trình PDCA.

- SMI dưới ngưỡng: loại bỏ, không sử dụng lô môi trường hoặc dụng cụ đó đồng thời thông báo kết quả thử nghiệm cho các bộ phận liên quan và gửi phản ánh đến nhà cung cấp hoặc sản xuất sản phẩm.

Hiện tại, chúng tôi đã và đang thực hiện quy trình này. Bài báo cáo trình bày các kết quả thu được từ giai đoạn (1) và (2).

Hình 1. Quy trình PDCA (Plan – Do – Check – Act)

VẬT LIỆU

Nghiên cứu được thực hiện tại trung tâm IVFAS. Mẫu sử dụng cho nghiên cứu là các mẫu tinh dịch của bệnh nhân được loại bỏ sau khi đã thực hiện xét nghiệm tinh dịch đồ. Tiêu chuẩn nhận mẫu như sau:

- Mật độ: ≥ 40.10⁶ TT/ml

- Di động: ≥ 30%

- Hình dạng: ≥1%

THIẾT BỊ - DỤNG CỤ - MÔI TRƯỜNG

- Tủ cấy CO₂

- Tủ thao tác vô trùng Laminar Flow

- Pipett pasteur

- Micropipet (Biohit)

- Đầu tip vàng (Biohit)

- Tube 14ml đáy tròn

- Tube 5ml

- Môi trường Flushing (Ferticult – Bỉ)

PHƯƠNG PHÁP

1.  Chuẩn bị mẫu

- Lọc rửa tinh trùng bằng phương pháp Swim-up

- Mẫu sau lọc rửa được chỉnh về thể tích 1 hoặc 2ml, mật độ 5.10⁶TT/ml và được chứa trong tube 5ml.

2.  Nuôi cấy:

- Đánh giá độ di động của tinh trùng trước khi nuôi cấy (thời điểm 0h)

- Nuôi cấy mẫu trong điều kiện 37^oC, 6% CO₂ trong 24h

- Đánh giá độ di động của tinh trùng tại thời điểm 24h.

3. Tính kết quả:

Tính chỉ số SMI (Sperm Mobility Index):

4.  Xác định ngưỡng giá trị SMI cho phép:

- Các số liệu được phân tích bằng phần mềm MS Excel, định giá trị bách phân vị (percentile)

- Tham khảo giá trị của các trung tâm khác và ý kiến của các chuyên gia để lựa chọn giá trị percentile phù hợp.

KẾT QUẢ

Số mẫu thực hiện: 40 mẫu

Thời gian nuôi cấy: 24h

Giá trị SMI thấp nhất: 45,56%

Giá trị SMI cao nhất: 93,48%

Giá trị SMI trung bình: 81,84%

Phân tích percentile:

→   Giá trị ngưỡng SMI đề nghị: 80% ứng với percentile 25%.

BÀN LUẬN

Giá trị SMI đề nghị là 80% ứng với percentile 25% nghĩa là trong 100 mẫu kiểm nghiệm thì xác suất có 25 mẫu có giá trị SMI thấp hơn 80%, các mẫu này sẽ bị loại bỏ, không sử dụng. Điều này phù hợp với nghiên cứu của Gadner và cs. (2005) cho rằng có khoảng 25% dụng cụ tiêu hao đã bị loại bỏ khi kiểm tra bằng các kiểm nghiệm trên phôi chuột hay tinh trùng người.

Hiện tại, cách thực hiện thử nghiệm sức sống tinh trùng người hầu hết là giống nhau. Tuy nhiên, do mỗi trung tâm có điều kiện khác nhau về cơ sở vật chất nên ngưỡng giá trị SMI cũng khác nhau: 80% (Martinez và cs., 2000), 75% (Claassens và cs., 2000; Tien-cheng và cs., 2010). Giá trị ngưỡng chúng tôi đề nghị trên đây chỉ là giá trị lựa chọn ban đầu. Giá trị này sẽ được kiểm định lại dựa trên kết quả điều trị, có thể tăng hoặc giảm để phù hợp với kết quả và điều kiện vật chất. Các trung tâm khác có thể sử dụng giá trị này như một ngưỡng thiết lập ban đầu hoặc xây dựng một ngưỡng riêng cho trung tâm dựa trên quy trình đã được đưa ra ở trên.

KẾT LUẬN

Thử nghiệm sức sống tinh trùng người là một công cụ đơn giản và hiệu quả trong kiểm soát chất lượng của labo thụ tinh trong ống nghiệm. Việc lựa chọn giá trị ngưỡng của thử nghiệm mang tính chất chủ quan, tùy thuộc vào điều kiện của mỗi trung tâm. Tuy nhiên, giá trị này phải đảm bảo tính hiệu quả của chất lượng điều trị. Thử nghiệm nên được thực hiện và theo dõi liên tục nhằm bảo đảm và duy trì tính ổn định của chất lượng điều trị.

TÀI LIỆU THAM KHẢO

Ackerman SB, Swanson RJ, Stokes GK, Veeck LL. Culture of mouse preimplantation embryos as a quality control assay for human in vitro fertilization. Gamete Res. 1984; 9:145–152.

Claassens OE, Wehr JB, Harrison KL. Optimizing sensitivity of the human sperm motility assay for embryo toxicity testing. Hum Reprod. 2000;15:1586–1591.

Critchlow JD, Matson PL, Newman MC, Horne G, Troup SA, Lieberman BA. Quality control in an in-vitro fertilization laboratory: use of human sperm survival studies. Hum Reprod. 1989;4:545–549.

Fleetham JA, Pattinson HA, Mortimer D. The mouse embryo culture system: improving the sensitivity for use as a quality control assay for human in vitro fertilization. Fertil Steril. 1993;59:192–196.